ELISA检测系统是免疫学反应应用到科研生产中最为广泛最为灵敏的技术手段。可是在操作过程中总是会出现或大或小的问题，比如说花板、假阳性、全显色、信号值比空白还低等等。下面就由我抛砖引玉地来说一下，做ELISA的经验总结：
1、包被原的性质很重要，蛋白浓度，是否降解，这关系到你做出的抗体可不可以被其识别，所以保存抗原很重要，我做重组蛋白时，师兄都严格警告我一定要在冰浴下缓慢融化就是这个道理。还有有的包被原可能不是蛋白，对于生物素和脂类物质或小分子物质我们要事先对其改造再加以包被，我把方法简要的列出如下：①亲和素生物素：先亲和素先包被载体，加入生物素化的DNA，这种包被方法均匀、牢固，已扩大应用于各种抗原物质的定量测定。②脂类物质：可将其在有机溶剂（例如乙醇）中溶解后加入ELISA板孔中，开盖置冰箱过夜或冷风吹干，待酒精挥发后，让脂质自然干固在固相表面。③小分子必须依靠和大的蛋白载体偶联后才能固定在固相载体上。
2、包被液的选择，一般选择ph9.6的碳酸盐缓冲液。但有时由于试验的需要，包被原的特殊性也可能采用中性的缓冲溶液来包。应注意以下原理：由于蛋白质与聚苯乙烯固相载体是通过物理吸附结合的，靠的是蛋白质分子结构上的疏水基团与固相载体表面的疏水基团间的作用，这种物理吸附是非特异性的，受蛋白质的分子量、等电点、浓度等的影响，大分子蛋白质较小分子蛋白质通常含有更多的疏水基团，故更易吸附到固相载体表面。具体的试验还要有坚固的理论外也要实践，看一下最终可不可以应用到自己试验当中去。常用的包被液除了刚才提到的pH9.6碳酸盐缓冲液，还有pH7.2的磷酸盐缓冲液和pH7-8的Tris-HCL缓冲液等等。
3、封闭：继包被之后用高浓度的无关蛋白质溶液再包被的过程。封闭就是让大量不相关的蛋白质充填这些空隙，从而排斥ELISA后的步骤中干扰物质的再吸附。常用封闭剂有：0.05%-0.5%的BSA；10%的小牛血清或1%明胶；脱脂奶粉，比较价廉，可以高浓度使用（5%－10％）；还有一些稀有用到的各种动物血清 （主要为了排除相似蛋白干扰）和酪蛋白等等。但最终选用什么，要依据试验具体来实践。
4、洗涤板：可以说在ELISA操作中，洗涤是最主要的关键技术。因为聚苯乙烯等塑料对蛋白质的吸附是普遍性的，为达到分离游离的和结合的酶标记物的目的，清除残留在板孔中游离的物质，以及非特异性地吸附的干扰物质，在洗涤时又应把这种非特异性吸附的干扰物质洗涤下来。所以在洗板时会有一定误差，人为因素很大（当然有条件的用洗板机除外），洗的不彻底或串了孔，对如此灵敏的ELISA系统可是不小的影响。
5、加抗体标本(和二抗)：注意该换枪头时换枪头。标本稀释一般可用pbs稀释，也可用封闭液去稀释。如需加二抗，还要注意二抗的工作浓度，太高浪费，太低则着色浅。
6、显色：显色系统又很多，我们一开始做的时候，要选择适宜的显色系统。注意显色系统酶活性底物的保存HRP结合物加硫柳泵，AP结合物可加叠氮钠。
7、每次做尽量要把阴阳空三个对照做好，如出现问题也好分析。
相关知识要点：
1、问：做间接Elisa法测试小鼠血清中的IgE抗体，设空白对照、和阴性对照、阳性血清稀释倍数为5千、1万、10万、20万不等，用的是生物素标记的羊抗鼠IgE抗体，和亲和素的辣根过氧化物酶。可是结果除了空白对照孔没有颜色外，其余各孔全有颜色，而且OD值都相差不大，为什么？
回答：可能原因如下：
（1） 水质被金属离子等污染；防止办法尽量使用新鲜水或蒸馏水。
（2） 洗涤不充分，样品中其它成分残留或酶残留；防止办法洗涤液应注满微孔，充分洗涤。
（3） 移液头重复使用，未洗净或消毒不完全； 防止办法移液头最好一次性使用。
（4） 酶标板灵敏度过高。
（5） 一抗显色时间的控制等等，关于ELISA的每一步都要注意才行。
2、ELISA加样时的防错小经验
（1）用一张写满字的纸，字越多越好，比如报纸，垫在下面，这样，加过标本的小孔看过去下面的字会变小，没加的字正常，非常容易区分。
（2）可以利用液面反光与没有加的孔加以区别
（3）在标本加完后，再把加样枪全压下，使液面产生小气泡，也可以加以区分
3、棋盘试验的操作方法：
（1）将抗原按一定的梯度倍比稀释后，按照ELISA从上到下（或者从左到右）的顺序包被。
（2）将抗体按一定的梯度倍比稀释后按照ELISA从左到右或者从上到下加入。
（3）二抗的稀释倍数是一定的，然后显色，读值。
OD值的测定时，波长要根据显色剂的不同而定，一般上大家都使用TMB显色，450nm读值。根据读值得结果可以选定合适的抗原和抗体效价，这就是棋盘 实验的目的，如果抗原包被量已知而二抗的工作浓度不确定的话就用一抗和二抗作棋盘试验。
提示：本文让ELISA实验不失败的经验属于ELISA文章，主要介绍ELISA实验方面的知识，内容仅供学习交流与参考，不代表中生网的观点。
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