生物知识

细胞培养基

作者:admin 来源:美国新泽西州普林斯顿合 发布时间: 2014-12-04 19:11  浏览次数:
购买进口仪器、试剂和耗材——就在始于2001年的毕特博生物 www.bitebo.com

  

 lonza 无血清培养基 (点击标题进入)

 

康宁/Corning® 淋巴细胞无血清培养基  (点击标题进入)

 
Meenakshi Arora (arormx at UPMC dot EDU)
University of Pittsburgh Medical Center, United States
译者
王秀英 (mary at labome dot com)
美国新泽西州普林斯顿合原研究有限责任公司 (Synatom Research)
DOI
http://dx.doi.org/10.13070/mm.cn.3.175
日期
更新 : 2014-11-21; 原始版 : 2013-03-05
引用
实验材料和方法 2013;3:175
英文摘要
A comprehensive review of cell culture media and Labome survey results on cell culture media from 720 formal publications.
简介
细胞培养现在已成为应用于生命科学的主要技术之一,它是从动物或植物移取的细胞、组织或器官并将它们在有利于生长的人工环境中培养的统称。细胞最适生长的基本环境要求是:控制的温度,良好的细胞附着基质和适当的培养液和培养箱,能够保持正确的pH值和渗透压。在动物细胞培养中最重要和最关键的一步是选择适当的培养液用于体外培养。生长培养基或培养基是液体或凝胶状态的,设计用于支持微生物、细胞或小的植株生长。培养基是控制最佳的细胞生长最重要和最复杂的因素。细胞培养基通常包括适当的细胞能量来源和调节细胞周期的化合物。一个典型的培养基还需要补充氨基酸,维生素,无机盐,葡萄糖,和血清,以提供生长因子,激素,和附着因子。除了营养外,培养基也有助于保持培养体系中的pH值和渗透压平衡。
细胞培养基的类型
动物细胞的培养可以使用纯天然的培养基或人工/合成的培养基混合一些天然产物。
天然培养基
天然培养基仅由天然生成的生物液体组成。天然培养基非常有用和方便,适用于多种不同的动物细胞培养。但是,由于缺乏对这些天然培养基确切成分的认识,使用天然培养基的主要缺点是可重复性差。
人工培养基
通过人为地加入一些营养物质(有机的和无机的)、维生素、盐、O2CO2气体、血清蛋白、碳水化合物、辅因子,制备成人工或合成的培养基 [1] 。不同的人工培养基被分别设计用于下面的某个用途:
·                        及时生存(平衡的盐溶液,有特定的pH和渗透压)
·                        长时间生存(平衡盐溶液辅以各种配方的有机化合物和/或血清)
·                        不确定生长
·                        特定功能。
培养基种类.
用于细胞培养的各种各样的人工培养基可以进一步分为以下四种类型:
含血清的培养基:胎牛血清是动物细胞培养基最常见的补充成分。它用来作为一种成本相对较低的补充成分,提供动物细胞培养最佳的培养基。这些补充剂能够为不稳定或不溶于水的营养物质提供载体或螯合剂,提供激素和生长因子,蛋白酶抑制剂,并结合并中和有毒部分。
无血清培养基:培养基中含有血清存在有很多缺点,可能会成为免疫学研究中潜在的严重误解的原因 [2] [3] 。为了克服使用血清的这些缺点,一些无血清培养基中已经开发出来了 [4] [5] 。这些培养基通常是专门配制的,用以单一类型细胞的培养,包含确定量的纯化的生长因子、脂蛋白和其它蛋白质,而这些物质本来是由血清提供的 [6] 。这些培养基也被称为确定的培养基,因为这些培养基中的物质是精确可知的。
确定化学成分的培养基:这些培养基包含无污染的超纯无机和有机成分,也可能含有纯蛋白质添加剂,如生长因子 [7] 。这些成分通过基因工程细菌或酵母生产,添加维生素、胆固醇、特定氨基酸和脂肪酸 [8]
无蛋白质培养基:无蛋白质培养基
含有任何蛋白质,仅包含用于细胞培养所必需的非蛋白成分。相比血清培养基,无蛋白培养基促进较好的细胞生长和蛋白表达,并有利于下游的表达产物纯化 [9] [10] [11] MEMRPMI-1640等配方不含蛋白质,需要时可补充蛋白质。不同类型的天然和人工培养基在表一中介绍。
 
培养基类型
例子
用途
天然培养基
生物液体样品
血浆、血清、淋巴液、人胎盘脐带血清、羊水
 
组织提取物
肝,脾,肿瘤,白细胞和骨髓提取物,提取的牛胚胎和鸡胚
 
Clots
凝血剂或血浆凝块
 
人工培养基
平衡的盐溶液
PBS, DPBS, HBSS, EBSS
构成复合培养基的基质
基础培养基
MEM DMEM
初级和二倍体培养
复合培养基
RPMI-1640, IMDM
支持多种哺乳动物细胞
表一:天然的和人工合成的培养基种类。
培养基的基本组成
培养基中混合有氨基酸、葡萄糖、盐、维生素和其他营养物质,供应商可提供粉末或液体 [12] [13] 。不同的细胞系对这些组分的要求有所不同,这些差别部分是由于大量的培养基配方 [14] 。每一成分拥有一个特定的功能,如下所述:
缓冲系统
pH值调节对维持最佳培养条件是至关重要的,通常可用以下两个缓冲系统中的一个达到这一目的:
天然缓冲系统
天然的缓冲系统中的气态CO2与培养基中的CO3/HCO3含量维持平衡。使用天然缓冲系统进行培养需要在5%至10CO2环境下进行,通常由CO2培养箱维持。天然的缓冲系统一般成本低、无毒 [15]
HEPES
化学缓冲液利用两性离子做缓冲。HEPESpH值范围7.2-7.4内具有优异的缓冲能力,并且不需要受控的气体环境 [16] HEPES是相对昂贵的,并且在高浓度时对于某些类型的细胞是有毒的。 HEPES受到荧光照射的光敏效应诱导后大大提高了对培养基的敏感性 [17]
酚红
大多数市售的培养基含有酚红作为pH指示剂,它能够持续监测pH [18] 。在细胞的生长过程中,由细胞释放代谢物造成的pH值改变会导致培养基的颜色变化。在低pH值时,酚红使培养基变成黄,而在较高的pH值水平时,使培养基变成紫色。介质在pH7.4应该是亮红色,最适合细胞培养工作。但是,使用酚红也有一定的缺点,如下所述:
·                        酚红可以模仿一些类固醇激素,特别是雌激素的作用。因此,在用到雌激素敏感的细胞,如乳腺组织做研究的时候,最好是使用不含酚红的培养基。
·                        一些无血清的配方中存在酚红会干扰钠-钾平衡。这种效应可以通过在培养基中加入血清或牛垂体激素中和
·                        酚红会干扰流式细胞分析时候的检测。
无机盐
培养基中的无机盐有助于保持细胞的渗透平衡,通过提供钠、钾和钙离子调节膜电位 [19].
氨基酸
由于氨基酸是蛋白质的组成部分,它们是所有已知细胞培养基的必需成分。培养基中必须包含必需氨基酸,因为细胞不能自身合成。这些是细胞增殖必需的,其浓度决定了可达到的最大细胞密度。L-谷氨酰胺,作为一种必需氨基酸,在细胞培养是及其重要的 [20] L-谷氨酰胺提供NADNADPH和核苷酸合成的氮元素,并作为新陈代谢的二次能量来源。 L-谷氨酰胺是一种不稳定的氨基酸,随着时间的推移,会转换成细胞不能利用的形态,因此应该在使用前添加到培养基中 [21] 。添加比原有培养基配方更多的L-谷氨酰胺的时候要特别小心,因为它的降解会导致氨的生成,氨会对某些细胞系有害。哺乳动物细胞培养基中的L-谷氨酰胺浓度可以从Medium 199中的0.68 mMDulbecco’s Modified Eagles4 mM。无脊椎动物的细胞培养基可包含高达12.32 mML-谷氨酰胺。有些补充成分,如glutamax更稳定,可在长时间培养生长缓慢的细胞时替代谷氨酰胺。
非必需氨基酸也可加入到培养基中,以替代那些在生长过程中已被耗尽的成分。培养基中补充非必需氨基酸能够刺激生长,延长细胞的生存。
糖类
糖类形式的碳水化合物是能量的主要来源。大多数培养基包含葡萄糖和半乳糖,而有一些含有麦芽糖和果糖。
蛋白质和多肽
最常用的蛋白质和肽是白蛋白、转铁蛋白和纤连蛋白,在无血清培养基中特别重要。血清是一种蛋白质丰富的来源,包括白蛋白、转铁蛋白、抑肽酶、胎球蛋白和纤维连接蛋白。白蛋白是血液中的主要蛋白,结合水,无机盐,游离脂肪酸,激素和维生素,并将这些成分在组织和细胞间传输。白蛋白的结合能力使它成为从细胞培养基中去除有毒物质有效途径。
抑肽酶是细胞培养系统中的保护剂,在中性和酸性pH值环境下稳定,耐高温,耐蛋白水解酶降解。它对一些丝氨酸蛋白酶(如胰蛋白酶)有抑制能力。胎球蛋白是一种糖蛋白,胎儿和新生儿的血清中的浓度比成人血清中高。它也是一种丝氨酸蛋白酶抑制剂。纤维连接蛋白是细胞附着的关键组分。转铁蛋白是一种铁转运蛋白,能够为细胞膜提供铁离子。
脂肪酸和脂质
同样,它们在无血清培养基中是特别重要的,因为它们通常存在于血清中。
维生素
许多维生素是细胞生长和增殖必不可少的。细胞不能合成足够数量的维生素,因此,是组织培养中重要的补充成分。血清同样是细胞培养中维生素的主要来源,但是,培养基中也包含不同的丰富维生素,适用于某一特定细胞系的培养。维生素B群是生长刺激最常见的添加维生素。
微量元素
无血清培养基中通常会补充微量元素,来代替那些血清中的常见成分。微量元素,如铜、锌、硒和三羧酸循环的中间产物,都是适当的细胞生长所必需的化学成分 [22] 。这些微量营养元素是许多生物过程必需的,例如酶功能的维持。
培养基补充成分
某些细胞系推荐使用的完整生长培养基还需要额外的成分,它们在基础培养基和血清中不存在。这些成分和补充物质,有助于维持细胞增殖和细胞的正常代谢 [23] [24] 。虽然一些补充成分如激素,生长因子和信号物质是某些细胞系正常生长所需的,但最好还是要采取以下一些预防措施:
由于添加补充成分会改变完整生长培养基的渗透压,这会对细胞生长产生不利影响,因此最好在添加补充成分后重新检测一下渗透压。对于大多数细胞系,最佳的渗透压应该介于260 mOSM/kg320 mOSM/kg之间。
添加补充成分后培养基的保质期会发生变化。含蛋白质补充物的完整培养基降解速度往往比基本培养基快。
抗生素
虽然不是细胞生长必需的,抗生素通常还是会用来控制细菌和真菌污染物生长 [25] 。常规细胞培养不建议使用抗生素,因为抗生素可以掩盖由支原体和耐药细菌造成的污染 [26] [27] 。此外,抗生素还会干扰敏感细胞的代谢。
培养基中的血清
血清是白蛋白、生长因子和生长抑制剂的复杂混合体 [28] 。血清是细胞培养基中最重要的组分之一,作为氨基酸、蛋白质、维生素(特别是脂溶性维生素,如ADE,和K)、碳水化合物、脂质、激素、生长因子、矿物质和微量元素的来源。通常会在培养基中使用胎儿和小牛来源的血清来支持细胞生长 [29] 。胎儿血清含有丰富的生长因子,适当细胞克隆和难以培养的细胞的生长 [30] 。胎儿血清被用于接触抑制研究,因为它较低的生长促进特性。正常的生长培养基往往包含2-10%的胎儿血清。培养基中补充血清具有以下作用 [31]
·                        血清未细胞提供了基本的营养成分(在溶液中和结合到蛋白质上的)。
·                        血清为生长促进和特定细胞功能提供多种生长因子和激素。
·                        它提供了多种结合蛋白质,如白蛋白、转铁蛋白,可以携带其他成分进入细胞。例如:白蛋白可携带脂类、维生素、激素等进入细胞。
·                        它还可提供蛋白质,如纤连蛋白,促进细胞附着到基质上。它提供扩散因子帮助细胞在分裂前扩散。
·                        它还提供蛋白酶抑制剂,保护细胞免受降解。
·                        它还提供矿物质,如Na+K+Zn2 +Fe2 +等。
·                        它增加培养基的粘性,因此保护细胞在悬浮培养搅拌过程中免受机械损伤。
·                        它还可以作为一种缓冲液。
由于存在生长因子和酶抑制剂,血清在细胞培养中的作用是非常复杂的。不幸的是,除了提供各种功能,在组织培养中使用血清也有一些缺点 [32] [33] [10].
培养基中使用血清的优点
培养基中使用血清的缺点
血清包含多种生长因子和激素,可以刺激细胞生长和发挥功能。
血清成分缺乏均一性
帮助细胞附着
在使用每一批前都需要检测以确保质量
作为扩散因子
可能包含一些生长抑制因子
作为缓冲剂帮助维持生长培养基的pH
增加污染的可能
作为结合蛋白
培养基中存在血清可能干扰细胞培养产物的纯度和分离
减小机械损伤或由搅拌造成的损伤
 
表二:培养基中使用血清的优点和缺点。
培养基的准备
供应商那里有三种形式的培养基:
1.                        粉末状态:需要研究人员准备和灭菌。
2.                        浓缩状态:由研究人员稀释。
3.                        工作液:可直接使用不许其他操作。
粉状介质是最便宜的,但需要进行灭菌 [34] 。可取的做法是,在加入血清前先过滤除菌,因为血清存在下的发泡作用会使蛋白质变性。胎牛血清或马血清可以在过滤后加入。培养基在使用前始终要进行无菌检测,方法是将其放置在37CO2培养箱中培养72小时,以确保该批次是未被污染的。培养基应在4下保存。由于培养基的部分成分是光敏感的,应贮存在黑暗环境下。
培养基的选择标准
细胞系
细胞培养基的选择非常重要,会显著影响细胞培养实验的成败 [35]. 培养基的选择依赖于要培养的细胞的类型和培养目的和实验室可用的资源 [36] [37]. 不同的细胞类型有高度特异的生长要求,因此,每种类型细胞的最适培养基必须通过实验决定 [38] [39].总体来说,MEM适用于粘附生长的细胞,而RPMI-1640适合悬浮生长细胞。表三描述了普通研究的细胞系以及推荐的生长培养基。
细胞系
细胞形态
物种
培养基
Applicati应用
HeLa B
上皮细胞
MEM+ 2mM 谷氨酰胺+ 10% FBS + 1% 非必需氨基酸 (NEAA)
致肿瘤性和病毒研究
HL60
成淋巴细胞
RPMI 1640 + 2mM谷氨酰胺+ 10-20% FBS
分化研究
3T3 克隆 A31
成纤维细胞
小鼠
DMEM + 2mM谷氨酰胺+5% 胎牛血清 (NBCS) + 5% FBS
致肿瘤性和病毒研究
COS-7
成纤维细胞
DMEM+ 2mM谷氨酰胺+ 10% FBS
基因表达和病毒复制研究
CHO
上皮细胞
仓鼠
Ham′s F12 + 2mM 谷氨酰胺 + 10% FBS
营养和基因表达研究
HEK 293
上皮细胞
EMEM (EBSS) + 2mM谷氨酰胺+ 1%非必需氨基酸(NEAA) + 10% FBS
转换研究
HUVEC
内皮细胞
F-12 K + 10% FBS + 100 µg/ml 肝素
血管生成研究
Jurkat
成淋巴细胞
RPMI-1640 + 10% FBS
信号传导研究
表三:常见细胞系以及推荐的生长培养基。
原代细胞培养
原代细胞培养提供了独特的,有价值的研究数据,但大多数情况下细胞数是限制因素。对于这些难以培养的样品,尤其是病人活组织切片,培养基质量是必需的。多数生命科学公司提供完整的能够直接使用的,补充成分充足的条件培养基。这降低了污染的风险,通过减少准备步骤和需要的补充成分,也节省了时间、人力和投入。此外,所有这些培养基都进行了全面的质量控制测试,每批都会常规检测生长促进,没有细胞毒性以及一些物理参数,如渗透压和pH值水平。表四描述了由不同公司提供的用于常见原代细胞培养的推荐培养基。
 
普通细胞培养基
大多数常用的培养基包括下述的如Sigma, ATCCLife Technologies ,都有详细讨论。
 
 
细胞
培养基
内皮细胞
EndoGRO-LS 完全培养基试剂盒 (EMD Millipore), HUVEC 基础培养基 CB HUVEC (AllCells), 人内皮细胞-SFM (Life Technologies), 内皮细胞培养基 (ScienCell Research Laboratories)
骨髓细胞
MarrowMAX 骨髓细胞培养基 (Life Technologies), 骨髓细胞培养基Plus (Sigma)
神经胶质细胞
GIBCO® 星形胶质细胞培养基
上皮细胞
上皮细胞培养基 (ScienCell Research Laboratory), EpiGRO 原代上皮细胞 (EMD Millipore)
T 细胞
StemXVivo无血清T细胞基础培养基 (R&D systems), 干系T 系包括增培养基(Sigma Aldrich)
造血干细胞
StemPro-34 SFM (Life Technologies), MethoCult (STEMCELL Technologies, Inc)
表四:常见原代细胞的推荐培养基。
 
 
Eagle’s 最低营养培养基 (EMEM)
EMEM是第一个被广泛使用的培养基,由Harry Eagle从简单的基础培养基(BME)配制而成。 EMEM包含平衡盐溶液,非必需氨基酸和丙酮酸钠。它降低了碳酸氢钠浓度 (1500 ml/l),从而使用5%的CO2。由于EMEM是一个非复杂培养基,所以一般会额外补充一些添加物或更高水平的血清,使其适用于多种哺乳动物细胞。
Dulbecco’s 改进 Eagle’s 培养基 (DMEM)
DMEM培养基比EMEM多几乎2倍的氨基酸的和4倍的维生素,以及硝酸铁,丙酮酸钠和一些补充氨基酸。最初的制剂含有1,000 mg / L的葡萄糖,首次报道用于培养小鼠胚胎细胞。进一步的变化是4500 mg / L浓度的葡萄糖,已被证明用于?骼嘞赴亲罴训摹? DMEM是基础培养基,不包含蛋白质或生长促进剂。因此,需要补充一些成分成为完全培养基。最常见的是补充5-10%的胎牛血清(FBS)。 DMEM中利用碳酸氢钠缓冲液(3.7 g/L),因此,需要人工保持二氧化碳水平以维持所需的pH值。粉末状的培养基
含有碳酸氢钠,因为它在粉末状态倾向于释放气体。粉状培养基需要溶解后加入3.7 g / L的碳酸氢钠。 DMEM最初用于小鼠胚胎干细胞的培养。现在已经在原代小鼠和鸡细胞,病毒蚀斑形成和接触抑制的研究中广泛应用。
RPMI-1640
RPMI-1640是一个通用的用于哺乳动物细胞的培养基,尤其是造血干细胞。RPMI-1640是在纽约州布法罗市的罗斯韦尔公园纪念研究所(RPMI)开发出来的。 RPMI-1640是改良的McCoy’s 5A,用于外周血淋巴细胞的长时间培养。RPMI-1640使用碳酸氢盐缓冲系统,不同于大多数哺乳动物细胞培养基的地方在于其典型的pH8的配方。RPMI-1640支持各种各样的细胞在悬浮液中单层生长。如果适当地补充血清或足够的血清替代品,RPMI-1640在哺乳动物细胞的培养中应用广泛,包括新鲜的人淋巴细胞的培养,融合实验,杂交细胞的生长。
Ham’s 营养混合液
这些最初开发用于支持中国仓鼠卵巢(CHO)细胞的克隆产物。现在已有相当多的原有培养的改良版,包括Hams’s F-12培养基,比原来的F-10配方更复杂适用于无血清的增殖。根据培养细胞的不同,混合液配制成需要血清和不需要血清两种。
Ham’s F-10:被证实能够支持人二倍体细胞核白细胞的生长,用于染色体分析。
Ham’s F-12:已被证明支持原代大鼠肝细胞和大鼠前列腺上皮细胞的生长。Ham’s F-12补充25 mM HEPES提供更优化的缓冲环境。
Coon’s 改良Ham’s F-12:它几乎两倍于F-12的氨基酸和丙酮酸,还包括抗坏血酸。它被开发用于培养病毒融合产生的杂交细胞。
DMEM/F12:它是DMEMHam’s F-12的混合物,是极其丰富和复杂的培养基。支持多种类型细胞在含血清和无血清的培养基中生长。终浓度为15mMHEPES缓冲液包含在培养基中,以补偿血清减少造成的缓冲能力下降。
Iscove’s 改良 Dulbecco’s 培养基 (IMDM)
IMDM是非常丰富的合成培养基,非常适合于快速增殖,高密度细胞培养。 IMDM培养基是DMEM的改良版,含有硒,跟DMEM相比含有额外的氨基酸,维生素和无机盐。它含有硝酸钾代替硝酸铁,并且还含有HEPES和丙酮酸钠。它配置为了支持淋巴细胞和杂交瘤的生长。研究表明,IMDM可以支持小鼠B淋巴细胞,从骨髓中的造血组织,脂多糖刺激B细胞,T淋巴细胞,以及各种杂交细胞。
培养基
组织或细胞系
MEM
鸡胚胎成纤维细胞, CHO细胞, 胚胎神经细胞,肺泡型细胞,内皮细胞,表皮细胞,成纤维细胞,神经胶质细胞,神经胶质瘤,人类肿瘤,黑色素瘤
DMEM
血管内皮细胞,胎儿肺泡上皮型细胞,宫颈上皮细胞,胃肠道细胞,小鼠的神经母细胞瘤,甲状腺,卵巢癌细胞株,骨骼肌肉细胞,支持细胞,猪细胞,叙利亚仓鼠成纤维细胞
RPMI-1640
T细胞和胸腺细胞,造血干细胞,人类肿瘤,人髓细胞性白血病细胞系,人类淋巴母细胞白血病细胞系,大鼠肝细胞,小鼠红白血病小鼠白血病小鼠骨髓瘤细胞,小鼠杂交瘤,
F-10F-12营养混合液
鸡胚视网膜色素,骨,软骨,脂肪组织,胚胎肺细胞,骨骼肌细胞
IMDM
骨髓,造血祖细胞,人的淋巴母细胞样白血病细胞株
表五:常见培养及及其应用。
细胞培养基的优化
细胞培养基组成成分的复杂性为优化培养基的个别成分提出了挑战。多数的经典培养基是为小规模低密度的细胞培养设计的,往往需要血清作为主要营养成分。然而,生物技术产业却要求保持高细胞密度和高细胞生产力,因此开发和优化培养基是非常关键的 [40] 。典型的,用于生物技术产业的培养基使不含血清的,也比传统培养基含大量浓度更高的营养成分 [41] [42] 。培养基的优化需要考虑以下参数:
 
要生产的产物
所需产品的类型将决定培养基的优化策略。
对于细胞数的快速增长来说,细胞的生长速度和生存能力是至关重要的。因此,细胞培养基应支持最大程度细胞的生长,并维持细胞密度增加后的细胞活力。
用于生产病毒,不仅仅要求高细胞密度,还必须有丰富的营养来维持病毒感染后的复制。
对于重组蛋白生产,高细胞密度是必需的。然而,细胞生长所需的营养物质会与蛋白生产发生竞争。因此,要仔细确定一个给定培养基可以维持的最大细胞密度达到所需的生产力水平是非常重要的。此外,在培养基优化过程中一定不影响产品质量,也是需要考虑的重要因素。
用到的细胞株
不同细胞株因为新陈代谢不同有不同的营养需求,这就决定了培养基优化方法的差异。在生物技术工业中使用最常见的细胞株有CHO细胞,BHK-21,杂交瘤细胞,骨髓瘤细胞和正常二倍体成纤维细胞。特定细胞系具有特定的营养要求,如NS0骨髓瘤细胞需要胆固醇。正常二倍体成纤维细胞需要附着因子粘附,并且在表面生长扩散。它们的生长密度很低,因此,不需要在高浓度的营养物质。杂交瘤细胞系通常高度依赖于谷氨酰胺。他们通常在达到细胞密度高峰后没有平台期,生存能力会迅速下降。因此培养基的优化,从而会降低细胞活力的下降,并提高单克隆抗体的产量。
包含的制造工艺
制造工艺模式不仅会影响细胞培养基的选择,也会影响到优化步骤。使用的不同的制造工艺是:
分批处理:单一的培养基用来维持细胞的生长和生产力。因此培养基应该营养成分丰富但需要维持细胞的生理极限。
分批补料:几种类型的培养基根据生产阶段的不同分别用于细胞培养过程中。生长培养基的设计是这样的,在接种是细胞密度低,它的营养成分浓度也较低,但在细胞生长期间和生产早期维持细胞的快速生长。在培养达到生产阶段时,单独的比生长培养基的营养浓度更高的生产培养基也会用到。
培养基发展的挑战
在过去的几十年中,细胞培养基技术得到了惊人的进步。找到一个良好的细胞培养基对于细胞培养的整体效果来说非常重要的。今天的挑战是开发复杂的细胞培养基,并可以进行单独优化以用于一系列的细胞培养上。细胞系的多样性以及涉及到大量的培养基成分使得这个工作非常困难。事实上,由于细胞代谢途径的复杂性,许多成分是相互依存的,这也为复杂性更添了一层。
参考文献
1.                        Morgan J, Morton H, Parker R. Nutrition of animal cells in tissue culture; initial studies on a synthetic medium. Proc Soc Exp Biol Med. 1950;73:1-8 pubmed
2.                        Kerbel R, Blakeslee D. Rapid adsorption of a foetal calf serum component by mammalian cells in culture. A potential source of artifacts in studies of antisera to cell-specific antigens. Immunology. 1976;31:881-91 pubmed
3.                        Sula K, Draber P, Nouza K. Addition of serum to the medium used for preparation of cell suspensions as a possible source of artifacts in cell-mediated reactions studied by means of the popliteal lymph node test. J Immunogenet. 1980;7:483-9 pubmed
4.                        Mariani E, Mariani A, Monaco M, Lalli E, Vitale M, Facchini A. Commercial serum-free media: hybridoma growth and monoclonal antibody production. J Immunol Methods. 1991;145:175-83 pubmed
5.                        Barnes D, Sato G. Methods for growth of cultured cells in serum-free medium. Anal Biochem. 1980;102:255-70 pubmed
6.                        Iscove N, Melchers F. Complete replacement of serum by albumin, transferrin, and soybean lipid in cultures of lipopolysaccharide-reactive B lymphocytes. J Exp Med. 1978;147:923-33 pubmed
7.                        Nagle S. Heat-stable chemically defined medium for growth of animal cells in suspension. Appl Microbiol. 1968;16:53-5 pubmed
8.                        Stoll T, Muhlethaler K, von Stockar U, Marison I. Systematic improvement of a chemically-defined protein-free medium for hybridoma growth and monoclonal antibody production. J Biotechnol. 1996;45:111-23 pubmed
9.                        Darfler F. A protein-free medium for the growth of hybridomas and other cells of the immune system. In Vitro Cell Dev Biol. 1990;26:769-78 pubmed
10.                    Barnes D, Sato G. Serum-free cell culture: a unifying approach. Cell. 1980;22:649-55 pubmed
11.                    Hamilton W, Ham R. Clonal growth of chinese hamster cell lines in protein-free media. In Vitro. 1977;13:537-47 pubmed
12.                    Ham R, McKeehan W. Media and growth requirements. Methods Enzymol. 1979;58:44-93 pubmed
13.                    Heby O, Emanuelsson H. Role of the polyamines in germ cell differentiation and in early embryonic development. Med Biol. 1981;59:417-22 pubmed
14.                    Eagle H. Nutrition needs of mammalian cells in tissue culture. Science. 1955;122:501-14 pubmed
15.                    Howorth P. The physiological assessment of acid-base balance. Br J Dis Chest. 1975;69:75-102 pubmed
16.                    Shipman C. Evaluation of 4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineëthanesulfonic acid (HEPES) as a tissue culture buffer. Proc Soc Exp Biol Med. 1969;130:305-10 pubmed
17.                    Zigler J, Lepe-Zuniga J, Vistica B, Gery I. Analysis of the cytotoxic effects of light-exposed HEPES-containing culture medium. In Vitro Cell Dev Biol. 1985;21:282-7 pubmed
18.                    Reznikov B. [Incubation of Brucella on solid nutrient media with a phenol red indicator]. Veterinariia. 1972;7:109-10 pubmed
19.                    Cinatl J. Inorganic-organic multimolecular complexes of salt solutions, culture media and biological fluids and their possible significance for the origin of life. J Theor Biol. 1969;23:1-10 pubmed
20.                    Lane C, Pax R, Bennett J. L-glutamine: an amino acid required for maintenance of the tegumental membrane potential of Schistosoma mansoni. Parasitology. 1987;94:233-42 pubmed
21.                    Pasieka A, Morgan J. Glutamine metabolism of normal and malignant cells cultivated in synthetic media. Nature. 1959;183:1201-2 pubmed
22.                    Sternberg J, Benoit J, Mercier A, PAQUETTE J. ROLE OF SOME TRACE ELEMENTS (ZINC AND COBALT) IN THE GROWTH OF B.C.G. Rev Can Biol. 1964;23:353-65 pubmed
23.                    Bettger W, Boyce S, Walthall B, Ham R. Rapid clonal growth and serial passage of human diploid fibroblasts in a lipid-enriched synthetic medium supplemented with epidermal growth factor, insulin, and dexamethasone. Proc Natl Acad Sci U S A. 1981;78:5588-92 pubmed
24.                    Bottenstein J, Hayashi I, Hutchings S, Masui H, Mather J, McClure D, et al. The growth of cells in serum-free hormone-supplemented media. Methods Enzymol. 1979;58:94-109 pubmed
25.                    Perlman D. Use of antibiotics in cell culture media. Methods Enzymol. 1979;58:110-6 pubmed
26.                    McGarrity G. Spread and control of mycoplasmal infection of cell cultures. In Vitro. 1976;12:643-8 pubmed
27.                    Masters J, Stacey G. Changing medium and passaging cell lines. Nat Protoc. 2007;2:2276-84 pubmed
28.                    Lane B, Miller S. Preparation of large numbers of uniform tracheal organ cultures for long term studies. I. Effects of serum on establishment in culture. In Vitro. 1976;12:147-54 pubmed
29.                    von Seefried A, Macmorine H. The use of foetal, calf and adult bovine sera for the growth of serially subcultivated diploid cells. Dev Biol Stand. 1976;37:83-9 pubmed
30.                    Hornsby P, Sturek M, Harris S, Simonian M. Serum and growth factor requirements for proliferation of human adrenocortical cells in culture: comparison with bovine adrenocortical cells. In Vitro. 1983;19:863-9 pubmed
31.                    Kragh-Hansen U. Molecular aspects of ligand binding to serum albumin. Pharmacol Rev. 1981;33:17-53 pubmed
32.                    Ulreich J, Chvapil M. Altered activity in cultured cells caused by contaminants in tubes widely used for blood collection and serum preparation. In Vitro. 1982;18:117-21 pubmed
33.                    Sandstrom C, Miller W, Papoutsakis E. Serum-free media for cultures of primitive and mature hematopoietic cells. Biotechnol Bioeng. 1994;43:706-33 pubmed
34.                    Kenny C, Diena B, Greenberg L. Autoclaving: a modification in the preparation of tissue culture medium 199. Can J Microbiol. 1972;18:272-3 pubmed
35.                    Weller T, Wheeldon S. The cultivation in vitro of cells derived from adult Schistosoma mansoni. I. Methodology; criteria for evaluation of cultures; and development of media. Am J Trop Med Hyg. 1982;31:335-48 pubmed
36.                    Yang H. [Selection of culture media for human and rabbit corneal epithelia]. Zhonghua Yan Ke Za Zhi. 1991;27:351-3 pubmed
37.                    Clifford W, Anellis A, Ross E. Evaluation of media, time and temperature of incubation, and method of enumeration of several strains fo Clostridium perfringens spores. Appl Microbiol. 1974;27:784-92 pubmed
38.                    Schumpp B, Schlaeger E. Optimization of culture conditions for high cell density proliferation of HL-60 human promyelocytic leukemia cells. J Cell Sci. 1990;97:639-47 pubmed
39.                    McKeehan W, Barnes D, Reid L, Stanbridge E, Murakami H, Sato G. Frontiers in mammalian cell culture. In Vitro Cell Dev Biol. 1990;26:9-23 pubmed
40.                    Chambers S, Swalley S. Designing experiments for high-throughput protein expression. Methods Mol Biol. 2009;498:19-29 pubmed publisher
41.                    Keen M, Rapson N. Development of a serum-free culture medium for the large scale production of recombinant protein from a Chinese hamster ovary cell line. Cytotechnology. 1995;17:153-63 pubmed publisher
42.                    Jayme D, Watanabe T, Shimada T. Basal medium development for serum-free culture: a historical perspective. Cytotechnology. 1997;23:95-101 pubmed publisher
 
   
lonza 无血清培养基 (点击标题进入)

购买进口仪器、试剂和耗材——就在始于2001年的毕特博生物 www.bitebo.com

所有试剂均用于科研      北京毕特博生物技术有限责任公司 版权所有
服务热线:010-82015225/400-833-9299 | 传真:010-62015131 | E-mail:info@bitebo.com
京ICP备05028556号-1   京公网安备11010802008747